年终盘点:2018年细胞治疗重要研究盘点

年终盘点:2018年细胞治疗重要研究盘点

[原创文章:www.ii77.com]

细胞疗法是指将正常的或生物工程改造过的人体细胞移植或输入患者体内,新输入的细胞可以替代受损细胞、或者具有更强的免疫杀伤功能,从而达到治疗疾病的目的。通常而言,细胞疗法主要包括肿瘤细胞免疫疗法和干细胞疗法两大类。细胞疗法在治疗癌症、血液病、心血管病、糖尿病、老年痴呆症等方面前景广阔。
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图1. 来自健康供者免疫系统的人T细胞的扫描电镜图,图片来自NIAID。

肿瘤细胞免疫疗法是指获取来自患者体内的免疫细胞,然后进行体外培养和扩增,再回输到病人体内,来激发以及增强机体的自身免疫功能以治疗肿瘤,主要包括过继细胞免疫疗法、肿瘤疫苗、非特异性免疫刺激和免疫检查点阻断疗法,其中过继细胞免疫疗法包括肿瘤浸润淋巴细胞(TIL)疗法、TCR-T细胞疗法、CAR-T细胞疗法、淋巴因子活化杀伤细胞(LAK)疗法、细胞因子诱导杀伤细胞(CIK)疗法、树突细胞疗法和自然杀伤细胞(NK)疗法。干细胞疗法是利用干细胞的自我更新能力和分化潜能,用于治疗血液系统疾病、神经系统疾病、心血管疾病、肝脏疾病和内分泌疾病等疾病。

2018年,科学家们在细胞疗法领域取得重大的进展,让我们一起看看这个领域在这一年里取得的重大发现。

2018年12月,Stephen J. Schuster等人在一项利用tisagenlecleucel(商品名为KYMRIAH,一种CAR-T细胞疗法)开展 的II期临床试验中,评价了利用这种CAR-T细胞疗法治疗93名患有复发性或难治性DLBCL患者的疗效和安全性。他们发现52%的患者对这种疗法反应良好,其中的40%的人完全缓解,12%的人部分缓解[1]。


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图2. Tisagenlecleucel作用机制示意图。

2018年11月,鉴于CAR-T细胞疗法在治疗某些癌症会产生毒副作用,包括较为常见的细胞因子释放综合征,Rosalie M. Sterner等人利用临床级抗体lenzilumab阻断CAR-T细胞和其他细胞释放的粒细胞巨噬细胞集落刺激因子(GM-CSF),结果这能够在临床前模型中降低CAR-T细胞的毒副作用,而且CAR-T细胞在GM-CSF蛋白受到阻断后更好地发挥作用[2]。与此同时,他们还发现将CAR-T细胞疗法与靶向“AXL”蛋白的药物“TP-0903”联合使用不仅能够杀死癌细胞,而且还会增强CAR-T细胞攻击癌细胞的效力,从而潜在地降低与CAR-T细胞治疗相关的毒性。

2018年11月,Jeffrey Rathmell及其团队发现谷氨酰胺会启动一种代谢信号通路,这种通路增强介导抗病毒反应和抗癌反应的T细胞功能,并且抑制参与炎性疾病和自身免疫疾病的T细胞的功能[3]。他们在接受CAR-T细胞免疫疗法的小鼠模型中使用了一种抑制谷氨酰胺酶的抑制剂,结果发现这种谷氨酰胺酶抑制剂能够增强CAR-T细胞的功能,并且CAR-T细胞能够持续存在更长的时间。

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图3. 图片来自Cell, doi:10.1016/j.cell.2018.10.001。

2018年11月,Keiichi Tozawa等人开发出一种新方法,其能够在实验室促进人体脂肪组织来源的间充质干细胞产生血小板,而且只需12天就可产生正常功能的血小板。这一发现表明人工制造的血小板最终或能有效减少患者对血小板捐献的依赖性,并帮助癌症和其它疾病患者的康复[4]。

2018年11月,Henrik Semb团队发现在发育中的胰腺内部,胰腺祖细胞是高度迁移性的,它们的命运受到它们的周围环境的影响:接触特定的胞外基质组分决定着它们的最终命运:接触胞外基质层粘连蛋白(laminin)会减少细胞内的机械力,从而指导胰腺祖细胞产生胰腺内分泌细胞,反之,接触纤连蛋白(fibronectin)会增加细胞内的械力,从而促进胰腺祖细胞产生胰腺导管细胞[5]。这一突破性发现将有助于利用干细胞产生的胰岛β细胞治疗1型糖尿病。

2018年11月,Qin Liang等人通过对干细胞进行基因编程,经过基因编程的干细胞具有一个拼接到DNA中的自杀基因(HSV-TK),这个自杀基因直接连接到细胞分裂和存活所必需的一个基因(CDK1)上,当检测到干细胞发生有害突变时,使用一种小分子药物就能够阻止这些细胞发生分裂和造成伤害,从而改善了干细胞疗法的安全性[6]。

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图4. 图片来自Nature, doi:10.1038/s41586-018-0733-7。

2018年10月,鉴于利用造血干细胞治疗白血病或骨髓癌症时会出现移植物抗宿主反应的副作用,Sonia Tugues等人利用小鼠模型发现,在移植物抗宿主反应期间这些移植的细胞会产生大量的GM-CSF因子,如果给与小鼠机体注射了无法产生GM-CSF的供者细胞,那么小鼠就会免受这种致死性反应,因此靶向作用于GM-CSF就能产生一种精准化、特异性的免疫抑制效应,这或许就有望阻断移植物抗宿主反应所造成的组织损伤[7]。 

2018年10月,鉴于进行性多灶性白质脑病(PML)是在免疫损伤的情况下,由JC多瘤病毒(JCV)的重新激活而引起的一种通常是致命性的疾病,以及BK病毒(BKV)与JCV同属多瘤病毒科,且基因相似度很高,有大量的免疫原性蛋白序列同源,Muharrem Muftuoglu等人在一项临床试验中让3名PML患者接受来自健康供者的BKV特异性T细胞治疗,表现出了显著的有效性结果[8]。

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图5. 在接受治疗后,第一名患者脑脊液中JCV完全清除,临床和影像学表现恢复正常,图片来自NEJM, doi:10.1056/NEJMoa1801540。


2018年10月,Marco Ruella等人报道了一名B细胞急性淋巴性白血病患者接受了一款成熟的CAR-T疗法,他的病情快速地得到控制。后续的研究也表明,他体内的CAR特异性序列有保持在较高的水平,然而奇怪的是,细胞计数结果表明这些CAR特异性序列的增加似乎与CAR-T细胞的数量无关。进一步的分析结果表明这些CAR特异性序列竟来自癌细胞[9]。在治疗短短9个月后,这名患者的白血病突然复发,而且由于病情过量,他最终去世了。这些猜测很可能是这些CAR特异性序列在CAR-T疗法制备期间进入到癌细胞中。

2018年10月,Zhen Gu团队首创了一种被命名为“细胞联合药物递送”(cell combination drug delivery,CCDD)的新技术[10]。CCDD是首个将两种不同细胞连接在一起的治疗方法。其中,一种细胞是血小板,被用于运送免疫疗法药物PD-1抗体。这类药物能够让免疫系统能够发现并摧毁癌细胞。另一种细胞是造血干细胞,它能够将血小板带到骨髓处。他们发现在接受CCDD治疗的急性髓细胞白血病小鼠中,80天后,87.5%的小鼠被治愈了。此外,2个月后,当再次给被治愈的小鼠注射白血病细胞,它们都对这些癌细胞有抵抗能力。

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图6. 图片来自Nature Biomedical Engineering, doi:10.1038/s41551-018-0310-2。

2018年10月,..京都大学医院神经外科医生Takayuki Kikuchi及其团队将240万个多巴胺前体细胞植入到一名50多岁的患者的大脑中。在3小时的治疗过程中,Kikuchi及其团队让这些多巴胺前体细胞聚集到12个称为多巴胺活性中心(dopamine activity centre)的位点中。这名患者表现良好,到目前为止没有出现重大不良反应[11]。该团队将观察他六个月,如果没有出现并发症,将在他的大脑中植入另外240万个多巴胺前体细胞。该团队计划在2020年底之前再治疗6名帕金森病患者,以便测试这种技术的安全性和有效性。

2018年9月,Kun Xuan等人在中国开展的I期临床试验中招募了40名儿童患者,其中每个儿童都有一颗恒切牙受损而且仍然有乳牙。30名儿童患者接受人乳牙牙髓干细胞(hDPSC)治疗,剩下的10名儿童患者接受对照治疗,即根尖诱导形成术。他们发现相比于对照组儿童患者,接受hDPSC治疗的儿童患者具有更多的体征表明他们具有健康的牙根发育和更厚的牙本质,而且他们的血流量也增加了[12]。他们还发现这些植入的干细胞能够再生牙髓的不同组分,包括产生牙本质、结缔组织和血管的细胞。

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图7. 图片来自University of Pennsylvania。

2018年9月,鉴于癌症相关的内皮细胞上调活化白细胞粘附分子(ALCAM)表达,降低细胞间黏附分子1(ICAM1)水平和消除血管细胞粘附分子1(VCAM1),从而阻止T细胞穿透血脑屏障,Heba Samaha等人对T细胞表面上的ALCAM天然配体CD6进行基因修饰来增强T细胞与ALCAM的亲和力,由此产生的T细胞称为HS T细胞,这就使得血管中活化的T细胞可以通过CD6与ALCAM的相互作用粘附在癌症相关的内皮细胞上,然后再通过使T细胞结合肿瘤内皮上低水平的ICAM1来完成第二次粘附,这也就创造了一个局部微环境允许血液中的T细胞被癌症相关的内皮细胞捕获并渗透进入肿瘤[13]。动物实验表明这种HS T细胞在静脉注射后具有非常强的渗透进入脑瘤组织的能力,表现出了强有力的抗癌活性,同时还不会进入正常的脑部组织或者身体的其他组织而造成毒副作用。

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图8. 对T细胞表面的CD6蛋白进行基因修饰,从而增强T细胞与ALCAM的结合能力,图片来自Nature, doi: 10.1038/s41586-018-0499-y。

2018年8月,Sarwish Rafiq等人构建出两类新型CAR-T细胞:一类靶向在某些血癌细胞中表达的CD19抗原,另一类靶向在某些卵巢癌和胰腺癌等实体瘤中表达的MUC16抗原。接着,通过基因改造,将一种抗PD-1抗体的简化版本---单链抗体可变区片段(scFv)---的编码基因导入到已经构建好的 CAR-T 细胞中,这样经过基因改造后的CAR-T 细胞就能够分泌scFv[14]。他们发现在实体瘤和血癌的多种小鼠模型中,这两类新型CAR-T细胞在体内存留时间更长,疗效更好。更重要的是,由于免疫检查点抑制剂scFv在癌症附近释放,它们能够激活癌症附近的T细胞,从而招募患者自身的T细胞一起来杀伤癌症。再者,血液中具有很低的scFv水平,这表明这种免疫检查点抑制剂没有扩散到离癌症很远的地方,这样就能够降低全身性的副作用。 

2018年8月,Deepak Raj等人构建出一种带有开关的CAR-T细胞(sCAR-T细胞),这种sCAR-T细胞靶向在癌细胞中高表达但在正常细胞中低表达的抗原HER2。他们还发现这种sCAR-T细胞可有效地抵抗来源自晚期胰腺导管腺癌(PDAC)患者的侵袭性肿瘤及其转移灶,同时还可通过控制sCAR-T细胞的活性来降低对正常组织的毒副作用[15]。

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图9. 带有开关的CAR-T细胞示意图,图片来自Gut, doi:10.1136/gutjnl-2018-316595。

2018年6月,Erik Curtis等人报道了首个人类I期临床试验结果:将神经干细胞移植入4名慢性脊髓损伤的患者中,其中三名受试者的疾病症状都得到了显著的改善,而且并没有出现严重的副作用[16]。

2018年6月,Ye Li等人设计出9种靶向间皮素(mesothelin)的CAR构造体,其中间皮素是一种在许多人类癌症中表达的抗原。在测试这些CAR在体外摧毁癌细胞的效果后,他们选择出最有效的CAR构建体,在人iPS细胞中表达它们,随后将iPS细胞分化为NK细胞[17]。在将人卵巢癌细胞移植到免疫系统受到抑制的小鼠中而构建出的小鼠模型中,他们将CAR-NK细胞灌注到这些小鼠体内,而且为了进行比较,也利用CAR-T细胞进行了同样的研究。与接受CAR-NK细胞治疗的小鼠相比,接受CAR-T细胞治疗的小鼠看起来状况更糟糕:它们的肝脏、肺部和肾脏等器官遭受损伤,而且它们体内的炎性细胞因子增加了,然而接受CAR-NK细胞治疗的小鼠却没有出现这样情况。

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图10. 图片来自Cell, doi:10.1016/j.stem.2018.06.002。

2018年5月,Miriam Y. Kim等人利用新一代基因编辑工具CRISPR/Cas9移除了健康的造血干细胞中的CD33分子,缺失CD33的健康造血干细胞同样能够发挥正常功能,这样就使得CD33称为白血病细胞的唯一标志物,随后利用CAR-T细胞疗法就能够轻松识别并且攻击这些白血病细胞。他们已在小鼠和猴子模型中证实了这种新型疗法的效果,而且在实验室环境下也已经在人类细胞中得到了可喜的结果[18]。

2018年5月,Joseph A. Fraietta等人报道了一名慢性淋巴细胞白血病(CLL)患者在2013年接受CAR-T细胞疗法后因单个CAR-T细胞及其增殖时产生的细胞而发生病情缓解,从那以后在5年内保持无癌症状态,并且这些CAR-T细胞仍然存在于他的免疫系统中[19]。他们还证实这种治疗反应与CAR编码基因插入到这名患者的T细胞DNA中的位置相关联,具体而言,就CAR编码基因插入到调节血细胞形成的TET2基因中,从而破坏这个基因,结果就是CAR-T细胞就会大规模扩增,从而最终清除这名患者体内的白血病。

2018年5月,鉴于利用CAR-T细胞疗法治疗白血病等癌症面临的一个主要障碍是细胞因子释放综合征(CRS),来自意大利圣拉菲尔医院-圣拉菲尔科学研究所和美国纪念斯隆-凯特琳癌症中心的两个研究团队独立地发现细胞因子释放综合征是由炎性分子IL-1引发的,在治疗方案中加入抑制IL-1的阿那白滞素(anakinra)[20],或者产生和分泌IL-1活性阻断剂的CAR-T细胞[21],都能够有效控制细胞因子释放综合征和神经毒性。

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图11. 在CRS模型小鼠接受CAR-T细胞移植后,结果表明巨噬细胞是CRS和神经毒性发展的关键参与者,图片来自Nature。

2018年4月,鉴于传统的CAR-T细胞疗法存在靶点过于特异、疗效强度不易控制以及适应性的缺乏等不足之处,Jang Hwan Cho等人开发出CAR-T细胞疗法2.0版本,它的嵌合抗原受体(CAR)设计分为两部分,一部分是在T细胞上表达的“通用”受体,另一部分则是单独的“肿瘤”受体,重要的是,可根据肿瘤类型的不同,特异性地选择针对不同肿瘤抗原的受体[22]。在安全性,他们给CAR-T细胞设计了一套抑制工具来它们的激活,此外,还可根据需要调整CAR-T细胞疗法的强度,从而在控制疗效的同时,做到对副作用的精确控制。在小鼠中的测试结果表明,与传统的CAR-T细胞疗法类似,这款CAR-T细胞疗法同样有效地控制癌症。

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图12. CAR-T细胞疗法2.0版本设计思路,图片来自Cell, doi:10.1016/j.cell.2018.03.038。

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